Цитологія і генетика 2019, том 53, № 4, 72-73
Cytology and Genetics 2019, том 53, № 4, 330–336, doi: https://www.doi.org/10.3103/S009545271904008X

EMS induced desynaptic male sterile lines in Buckwheat (Fagopyrum esculentum Moench)

Kumar G., Srivastava A.

  • Plant Genetics Laboratory, Department of Botany, University of Allahabad, Allahabad-211002

РЕЗЮМЕ. Цитологічний аналіз популяції Fagopyrum esculentum, обробленої етилметансульфонатом (ЕМС), виявив аномальний перебіг мікроспорогенезу, який здійснив вплив на мейотичні події. У свою чергу, це призвело до утворення аномальних мейотичних продуктів, що перешкоджають утворенню гамети і погіршують родючість пилку. Було зареєстровано два десинаптичних мутанти, які продемонстрували характерні відмінності в морфології порівняно з контрольними рослинами. Насіння Fagopyrum esculentum обробили розчином ЕМС у різних концентраціях – 0,1%, 0,3% та 0,5% – з використанням калій-фосфатного буферу (pH 7) впродовж 5 годин. Під час цитологічного дослідження 0,5% концентрація ЕМС підвищила унівалентну частоту на клітину при діакінезі/Метафазі I, разом з нерівномірною сегрегацією в анафазі I, яка виявилась вищою порівняно з бівалентами. Зважаючи на вищу частоту унівалентів, десинапсису було надано категорію середньо-сильного типу. Десинаптичні рослини, індуковані ЕМС, продемонстрували аномальну мейотичну поведінку, що призвело до стерильності пилку і відсутності зареєстрованого утворення насіння. Хімічний мутаген вплинув на систему генів рекомбінації, яка відповідає за синопсис та утворення хіазми, і надалі порушив формування повної хіазми. Десинаптичний мутант – це потенційний інструмент отримання генетичної інформації про забезпечення хіазми. Це дослідження пропонує можливість формування анеуплоїдів, що можна успішно використовувати під час хімічного мутагенезу в селекційних програмах.

Ключові слова: мейоз, ЕМС, уніваленти, середньо-сильний тип, стерильність пилку, Fagopyrum esculentum

Цитологія і генетика
2019, том 53, № 4, 72-73

Current Issue
Cytology and Genetics
2019, том 53, № 4, 330–336,
doi: 10.3103/S009545271904008X

Повний текст та додаткові матеріали

Цитована література

1. Pagliarini, M.S., Calisto, V., Fuzinatto, V.A., Message, H.J., Mendes-Bonato, A.B., Boldrini, K.R., and Valle, C.B.D., Desynapsis and precocious cytokinesis in Brachiaria humidicola (Poaceae) compromise meiotic division, Indian Acad. Sci., 2008, vol. 87, no. 1, pp. 27–31.

2. Tsubouchi, H. and Roeder, G.S., The importance of genetic recombination for fidelity of chromosome pairing in meiosis, Dev. Cell, 2003, vol. 5, no. 6, pp. 915–925.

3. Sharma, S.K., Kumaria, S., Tandon, P., and Rao, S.R., Synaptic variation derived plausible cytogenetical basis of rarity and endangeredness of endemic Mantisia spathulata Schult, Nucleus, 2011, vol. 54, no. 2, pp. 85–93.

4. Franklin, A.E., McElver, J., Sunjevaric, I., Rothstein, R., and Borwen, B., Three dimensional microscopy of the Rad 51 recombination protein during meiotic prophase, Plant Cell, 1999, vol. 11, pp. 809–824.

5. Pazy, B. and Plitmann, U., Asynapsis in Cistanche tubulosa (Orobanchceae), Plant Syst. Evol., 1996, vol. 3, pp. 201–271.

6. Sosnikhina, S.P., Mikhailova, E.I., Tikholiz, O.A., and Priyatkina, S.N., Smirnov VG., Voilkov AV., et al., Genetic collection of meiotic mutants of rye Secale cereal L., Russ. J. Genet., 2005, vol. 41, no. 10, pp. 1071–1080.

7. Jenkins, G. and Okomus, A., Indiscriminate synapsis in achiasmate Allium fistulosum L.(Liliaceae), J. Cell Sci., 1992, vol. 103, pp. 414–422.

8. Maguire, M.P. and Riess, ParedesA.M., Evidence from a maize desynaptic mutant points to a probable role of synaptinemal complex central region components in provision for subsequent chiasma maintenance, Genome, 1993, vol. 36, no. 5, pp. 797–807.

9. Pagliarini, M.S., Souza, V.F., Silva, N., Scapim, C.A., Rodovalho, M., and Faria, M.V., Ms 17: a meiotic mutation causing partial male sterility in a corn silage hybrid, Genet. Mol. Res., 2011, vol. 10, no. 3, pp. 1958–1962.

10. Cai, X. and Xu, S.S., Meiosis-driven genome variation in plants, Curr. Genom., 2007, vol. 8, no. 3, pp. 151–161.

11. Chedda, H.R. and De Wet, J.M.J., Desynapsis in the Bathriochloa hybrids, Proc. Okla. Acad. Sci., 1960, pp. 14–18.

12. Soost, R.K., Comparative cytology and genetics of asynaptic mutants in Lycopersicon esculentum L., Genetics, 1951, vol. 36, no. 4, pp. 410–434.

13. Burnham, C.R., Discussion in Cytogenetics, Minneapolis Minn.: Burgess Publ. Co., 1962.

14. Ratan, P. and Kothiyal, P., Fagopyrum esculentum Moench (common buckwheat) edible plant of Himalayas: a review, Asian J. Pharm. Life Sci., 2011, vol. 1, no. 4, pp. 426–442.

15. Joshi, B.D., Status of buckwheat in India, Fagopyrum, 1999, vol. 16, pp. 7–11.

16. Kreft, I., Fabjan, N., and Yasumoto, K., Rutin content in buckwheat (Fagopyrum esculentum Moench) food materials and products, Food Chem., 2006, vol. 98, no. 3, pp. 508–512.

17. Liu, C.L., Chen, Y.S., Yang, J.H., and Chiang, B.H., Antioxidant activity of tartary (Fagopyrum tartaricum (L.) Gaertn.) and common (Fagopyrum esculentum Moench) buckwheat sprouts, J. Agric. Food Chem., 2008, vol. 56, no. 1, pp. 173–178.

18. Pullaiah, T., Encyclopaedia of World Medicinal Plants, Regency Publications, New Delhi, 2006, vol. 2, pp. 936–937.

19. Tang, C., Peng, J., Zhen, D., and Chen, Z., Physicochemical and antioxidant properties of buckwheat (Fagopyrum esculentum Moench) protein hydrolysates, Food Chem., 2009, vol. 115, pp. 672–678.

20. Kaul, M.L.H., Male Sterility in Higher Plants, Monographs on Theoretical and Applied Genetics 10, Berlin: Springer Verlag.

21. Naseem, S. and Kumar, G., Induced desynaptic variation in poppy (Papaver somniferum L.), Crop Breed. Appl. Biotechnol., 2013, vol. 13, no. 4, pp. 363–366.

22. Prakken, R., Studies of asynapsis in rye, Hereditas, 1943, vol. 71, pp. 475–495.

23. Bowling, S.E. and Makaroff, C.A., A defect in synapsis causes male sterility in a T-DNA-tagged Arabidopsis thaliana mutant, Plant J., 1997, vol. 11, no. 4, pp. 659–669.

24. Kitada, K. and Omura, T., Genetic control of meiosis in rice Oryza sativa L. Cytogenetical analyses of desynaptic mutants, Jpn. J. Genet., 1983, vol. 58, pp. 567–577.

25. John, B., Meiosis, Cambridge: Cambridge Univ. Press, 1990.

26. Maguire, M.P., Is the synaptinemal complex a disjunction machine?, J. Hered., 1995, vol. 86, pp. 330–340.

27. Miyazaki, W.Y.Orr. and Weaver, T.L., Sister chromatid cohesiveness in mitosis and meiosis, Ann. Rev. Genet., 1994, vol. 28, pp. 167–187.

28. Maguire, M.P., Evidence for separate genetic control of crossing over and chiasma maintenance in maize, Chromosoma, 1978, vol. 65, no. 2, pp. 173–183.

29. Koduru, P.R.K. and Rao, M.K., Cytogenetic of synaptic mutants in higher plants, Theor. Appl. Genet., 1981, vol. 59, pp. 197–214.

30. Dawe, R.K., Meiotic chromosome organization and segregation in plants, Ann. Rev. Plant Physiol. Plant. Mol. Biol., 1998, vol. 49, pp. 371–95.

31. Ji, Y.E., Stelly, D.M., Donato, M.D., Goodman, M.M., and Williams, C.G., A candidate recombination modifier gene for Zea mays L., Genetics, 1999, vol. 151, no. 2, pp. 821–830.

32. Simchen, G. and Stamberg, J., Fine and coarse controls of genetic recombination, Nature, 1969, vol. 222, pp. 329–332.

33. Kumar, P., Singhal, V.K., Kaur, M., and Gupta, R.C., High pollen sterility and 2n pollen grains in an asynaptic 4x cytotype (2n = 48) of Solanum nigrum L., Cytologia, 2012, vol. 77, no. 3, pp. 333–342.